Recettore nicotinico
Il recettore nicotinico (abbreviato in nAChR e derivante dalla terminologia inglese Nicotinic acetylcholine receptor) è un recettore ionotropico che permette il flusso di ioni attraverso la membrana cellulare in seguito al legame con il proprio ligando. Allo stato attuale della conoscenza esistono diverse isoforme strutturali del recettore nicotinico, perciò si preferisce parlare genericamente di recettori nicotinici quando non ci si riferisce ad alcuna isoforma specifica.
Analogalmente al recettore muscarinico, i recettori nicotinici legano il ligando endogeno acetilcolina. La caratterizzazione e differenziazione delle due forme recettoriali è avvenuta utilizzando ligandi non endogeni quali la muscarina e la nicotina. I recettori muscarinici legano principalmente la muscarina ( e da qui appunto il nome di muscarinici), mentre i nicotinici presentano maggiore affinità per la nicotina ( e quindi da questo nominati nicotinici).
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[modifica] Struttura dei recettori nicotinici
[modifica] Macrostruttura dei recettori
I recettori nicotinici, con una massa molecolare di circa 280 kDa, sono costituiti da 5 subunità, arrangiate simmetricamente in modo da circoscrivere un poro attraverso il quale avviene il flusso di cationi (Na e Ca in entrata, K in uscita). Strutturalmente perciò assomigliano notevolmente ai recettori GABA, ai recettori della glicina e ai recettori della serotonina di tipo 3 ( 5HT-3)
Attualmente sono state identificate diverse isoforme delle subunità a seconda della diversa localizzazione anatomica dei recettori. Sono perciò conosciute 9 diversi tipi di subunità α, 4 di β mentre non sono conosciute isoforme per le subunità δ, γ e ε. Dalle molteplici combinazioni delle diverse tipologie di subunità si possono ottenere numerosi sottotipi recettoriali. Le due tipologie recettoriali più importanti e meglio caratterizzate fino ad oggi sono i recettori della placca neuromuscolare e i recettori presenti a livello del SNC: a livello muscolare il recettore è costituito da 2 subunità α mentre le altre sono δ, γ e ε. Sono perciò strutture recettoriali eteromeriche, al contrario del recettore nicotinico del SNC che è omomerico perché costituito unicamente da 5 subunità α di tipo 7.
I recettori nicotinici sono stati suddivisi in 4 sottofamiglie (da I a IV) in base all' analogia di sequenza. Le prime 3 sottofamiglie appartengono ai recettori nicotinici di tipo neuronale, mentre la sottofamiglia IV contiene solo i recettori nicotinici di tipo muscolare. La sottofamiglia III a sua volta è stata divisa in 3 distinti gruppi. La schematizzazione grafica sottostante chiarisce la suddivisione:
| Tipo neuronale | Tipo muscolare | ||||
| I | II | III | IV | ||
|---|---|---|---|---|---|
| α9, | α7, α8 | 1 | 2 | 3 | α1, β1, δ, γ, ε |
| α2, α3, α4, α6 | β2, β4 | β3, α5 | |||
Le diverse subunità possono così unirsi tra loro formando potenzialmente un numero elevatissimo di isoforme recettoriali, in modo da poter variare e modulare la rispota in maniera specifica per ogni singolo tessuto. Tale variabilità strutturale consente al medesimo ligando, l'acetilcolina, di essere selettivo e specifico per un distinto organo o tessuto. Qui di seguito vengono indicate le principali isoforme recettoriali attualmente conosciute unitamente alla loro localizzazione anatomica, al loro effetto e ai loro agonisti ed antagonisti specifici:
| Tipo di recettore | Localizzazione | Effetto | Agonista | Antagonista |
|---|---|---|---|---|
| Tipo muscolare: (α1)2 β1 γ δ |
Giunzione neuromuscolare | Potenziale postsinaptico eccitatorio, principalmente causato da influsso di Na+ e K+ | ||
| Tipo gangliare: (α3)2(β4)3 |
ganglio | Potenziale postsinaptico eccitatorio, principalmente causato da influsso di Na+ e K+ | ||
| Tipo del SNC: (α4)2(β2)3 |
Cervello | Potenziale postsinaptico eccitatorio, principalmente causato da influsso di Na+ e K+ | ||
| Altro tipo del SNC: (α7)5 |
Cervello | Potenziale postsinaptico eccitatorio e potenziale eccitatorio presinaptico, principalmente causato da influsso di Ca2+ |
Indipendentemete dalle strutture recettoriali, l'unica subunità in grado di legare l'acetilcolina è la subunità α, che presenta la specifica tasca all'interno della quale il ligando si può collocare. Questo significa che, per essere attivato, il recettore della placca neuromuscolare (che presenta 2 subunità α), deve legare contemporaneamente 2 molecole di acetilcolina (una per ogni subunità α). Per il recettore del SNC, che invece presenta 5 subunità di tipo α7, sono necessarie 5 molecole di acetilcolina per poter trasdurre il segnale. A seguito dell'interazione con l'acetilcolina, il recettore cambia la propria conformazione, permettendo l'apertura del canale. Poiché la selettività nei confronti dei cationi non è assoluta, ioni di medesima carica e di raggio atomico simile possono fluire attraverso il canale. Viene permesso perciò il flusso in particolare di ioni Na, ma anche di Ca (entrambe in entrata), e di K in uscita. A seguito della variazione delle concentrazioni ioniche cellulari, si ha variazione del potenziale di membrana che permette la depolarizzazione della fibra.
[modifica] Ultrastruttura dei recettori
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Come detto, i recettori nicotinici sono costituiti da 5 subunità, differenti a seconda del sottotipo recettoriale. Le subunità sono costituite da una unica catena peptidica che, ripiegandosi su se stessa, attraversa la membrana quattro volte. Vengono così identificati 4 domini transmembrana, nominati M1, M2, M3 ed M4 uniti tra di loro ad 3 anse (o loop secondo la terminologia anglosassone), delle quali due intracellulari ed una extracellulare. La seconda ansa intracellulare (quella che unisce M3 con M4) è costituita da una catena amminoacidica più lunga rispetto a quella delle altre due anse. I domini M2 di ogni subunità sono quelli che circoscrivono il poro del recettore a livello della sezione transmembrana. Perciò il poro, a livello della membrana è delimitato solo da M2. I domini amminoterminale (-NH2) e carbossiterminale (COOH) si trovano entrambe a livello extracellulare. In particolare quello -NH2 è costituito da un numero maggiore di amminoacidi rispetto a quella -COOH terminale e racchiude la tasca necessaria per il legame con l'acetilcolina. La catena -NH2 terminale, ripiegandosi su se stessa, porta in contatto due residui di cisteina le quali originano un ponte disolfuro (S-S) che è fondamentale per mantenere l'adeguata conformazione della catena.
[modifica] Organizzazione strutturale e funzionale del recettore nicotinico
Il recettore, che presenta una larghezza di circa 65 Å ed una lunghezza di circa 110-120 Å, è costituito da 3 porzioni fondamentali:
- una sezione extracellulare
- sezione transmembrana
- ed una sezione intracellulare
La sezione extracellulare è la più voluminosa e sporge all'esterno della cellula di circa 60 Å. È in questa porzione che si trova il sito di legame per l' acetilcolina. Gli amminoacidi coinvolti nel legame con il ligando sono in particolare la tirosina ed il triptofano con i quali l'acetilcolina si lega attraverso l'instaurazione di legami deboli catione-p greco. Il sito di legame per l'acetolcolina si trova all'interfaccia tra la subunità alfa e la subunità non-alfa ( causa la variabilità delle forme recettoriali, le subunità beta, gamma delta ed epsilon vengono definite per comodità non-alfa). Il sito che lega l'acetilcolina è perciò costituito da una cavità fra la subunità alfa e non alfa. La cavità funzionalmente più importante è a livello della subunità alfa, definito sito principale, e contribuisce in maniera rilevante al legame con il ligando ed alla modificazione conformazionale del recettore, mentre la cavità formata dalle subunità gamma o delta viene definito sito complementare. Le tre anse della subunità alfa vengono indicate con le lettere A, B e C, mentre quelle sulla subunità non-alfa sono nominate D, E ed F. Le sequenze amminoacidiche possono variare da recettore da recettore, ma alcuni amminoacidi sono importantissimi per la conformazione della catena peptidica e quindi delle subunità. Perciò alcuni amminoacidi sono assolutamente insostituibili e ricorrono costantemente e vengono definiti conservati.
Amminoacidi conservati del sito principale:
- loop A: triptofano 86, tirosina 93
- loop B: triptofano 149, tirosina 151
- loop C. tirosina 190, cisteina 192, cisteina 193, tirosina 198
Amminoacidi conservati del sito complementare:
- loop D: tirosina 55, triptofano 57
- loop E: variabile
- loop F: aspartato che è altamente conservato
La porzione transbembrana ha una lunghezza di circa 30 Å. Il poro del recettore, che ha forma ad imbuto, tende a restringersi via via fino a raggiungere, nel punto più stretto, una larghezza di appena 7 Å. Poiché la membrana plasmatica è costituita da fosfolipidi (i quali hanno caratteristiche idrofobe), gli amminoacidi della sezione transmembranaria, per attraversarla, dovranno possedere spiccate caratteristiche lipofile. In questa sezione sono infatti riscontrabili un altissimo numero di amminoacidi lipofili che formano una catena peptidica che tende ad avvolgersi su se stessa. La conformazione proteica secondaria generata è quella definita ad alfa elica ed attraversa tutto lo spessore della membrana plasmatica.
La sezione intracellulare è quella di minori dimensioni ed ha una lunghezza di circa 20 Å. Sostanzialmente ancora il recettore alla membrana e permette al Na di fluire all'interno della cellula. Poiche il citosol ha spiccate caratteristiche idrofile, anche gli amminoacidi presenti in tale sezione devono essere idrofili. La sezione intracellulare del recettore conta elevate quantità di amminoacidi idrofili che si dispongono nella specifica struttura secondaria definita foglietto beta. Il passaggio da alfa elica a beta foglietto, che causa un restringimento nella struttura recettoriale, è dovuto ad una molecola di prolina che non è in grado di formare ponti idrogeno intramolecolari, consentendo il passaggio alla struttura a beta foglietto. Tale rottura della struttura ad alfa elica mediata dalla prolina è definita rottura di Kink.
Sezionando trasversalmente il canale, si nota che questo da una serie di anelli concentrici nei quali gli amminoacidi vengono ripetuti. Vengono evidenziati diversi anelli:
- un anello esterno, nel quale possiamo individuare una molecola di glutammato (E 258), il quale è molto polare e al pH fisiologico di 7,4 è presente in forma ionizzata.
- 3 anelli idrofobici, nei quali sono esposti leucina (L 254), valina (V 251) e nuovamente leucina (L 247), che sono tutti amminoacidi idrofobici.
- 2 anelli polari, costituiti da treonina (T 244) e serina (S 240) che hanno degli -oh nelle catene laterali e quindi sono polari.
- 1 anello intermedio, che contiene glutammato (residuo che se rimosso nei recettori di tipo neuronale ((α7)5) comporta l'abolizione della permeabilità al calcio senza cambiare quella al potassio ed al sodio) (E 237).
- 1 anello interno, che contiene aspartato (D 234). Questi ultimi due anelli contengono amminoacidi che presentano gruppi -COOH che sono carichi negativamente e possono formare legami ionici con i cationi che fluiscono.
Il primo anello, carico negativamente, attira i cationi nel canale. I tre anelli idrofobici sono necessari per eliminare l'acqua che solvata gli ioni. Gli ioni in ambiente fisiologico sono idratati, e perciò sono molto voluminosi e non riuscirebbero ad attraversare il canale, che risulterebbe troppo stretto. Per poter entrare, devono perdere l'acqua che li circonda: gli amminoacidi di questi tre anelli, essendo idrofobici, respingono l'acqua all'esterno consentendo solo ai cationi di entrare. L'anello intermedio e quello interno fungono invece da filtro di selettività restringendo il flusso cationico sol a Na, Ca e K.
[modifica] Metodi di indagine dei recettori nicotinici
Lo studio dei recettori nicotinici è stato lungo e continua attualmente, con lo scopo di migliorarne le informazioni ed identificare ligandi selettivi da poter utilizzare in terapia. La ricerca con il passare degli anni si è affinata, arricchendosi di nuove tecniche. Alcune metodiche di indagine più sfruttate:
- Mutagenesi: è una tecnica che prevede la modificazione di un amminoacido strutturale del recettore. Variando tale amminoacido, si ottiene un recettore con caratteristiche diverse da quello selvaggio. Se ne studiano le differenze e se ne valutano le nuove caratteristiche. Il nuovo recettore può presentare un ruolo funzionale diverso, svelando caratteristiche fondamentali del recettore originario.
Sostituendo nella regione di legame del ligando l'amminoacido aspartato con la valina, il binding dell'acetilcolina avviene con maggiore difficoltà. Questo permette di capire che l'aspartato è fondamentale nel processo di legame del neurotrasmettitore, e che la sua sostituzione crea una pertubazione nell'intorno recettoriale (sia nella catena laterale che nella struttura secondaria e terziaria della proteina).
Una variante di questa metodica è la mutagenesi a doppio scambio: si muta un amminoacido con un altro, e nel nuovo amminoacido introdotto viene variato il gruppo funzionale. Per esempio l'aspartato (che possiede un -COOH), viene scambiato con una lisina (amminoacido basico) introducendo in quest'ultima un gruppo carbossilico. Se l'affinità del ligando per il recettore rimane identico, ciò indica che il legame carbossilico è fondamentale per l'attività della tasca recettoriale.
- Cristallografia: tecnica di idagine che permette lo studio del recettore ai raggi X. È una tecnica importante nello studio degli enzimi, ma che risulta molto più complicata quando applicata ai recettori. Infatti i recettori molto difficilmente tendono a cristallizzare, poiché precipitano in forma amorfa la quale non consente lo studio con la tecnica cristallografica. Inoltre in vitro risulta molto difficile ricreare l'ambiente della membrana cellulare.
- microscopia elettronica: buon metodo di studio, ma la risoluzione può non essere perfetta, ed non è possibile indagare l'ultrastuttura del recettore.
- Affinity labelling (affinità di legame): è una tecnica che sfrutta la possibilità di un ligando opportunamente sintetizzato di effettuare un legame covalente.
Vengono isolati i tessuti nei quali il recettore è espresso, e poi vengono omogenati e fatti reagire con il ligando. I ligandi possono presentare speciche caratteristiche ( per esempio possono essere marcati). Calcolando la radioattività associata al complesso ligando-recettore è possibile identificare la concentrazione dei recettori nei tessuti.
Per esempio amminoacidi come serina, treonina ( possiedono gruppi -OH), glutammato e aspartato (possiedono gruppi -COOH) la lisina (possiede gruppi -NH2) possono legare le beta-aloalchilammine (mostarda azotata). Introducendo nella mostarda un gruppo fotoattivabile (come le azidi aromatiche), si ottiene un composto che emette in un particolare campo di frequenza. Formandosi un legame covalente fra ligando fotattivato e recettore, è possibile determinare la localizzazione o la concentrazione dei recettori.
- NMR (risonanza magnetica nucleare): tecnica più marginale, che ha la funzione di evidenziare i gruppi funzionali necessari per il legame con il ligando.
Attualmente il recettore nicotinico non è stato ancora cristallizzato, perciò non è stato possibile studiarlo mediante i raggi X. Ai fini dello studio della funzionalità strutturale, è stata importantissima una scoperta, da parte di un gruppo di ricercatori olandesi, di una particolare proteina affine strutturalmente al recettore nicotinico. Tali ricercatori hanno infatti isolato, da alcune lumachine di mare, una proteina, definita Ach binding protein (proteina legante l'acetilcolina), che presenta una affinità di struttuara pari al 40% di quella del recettore nicotinico. Questa è una proteina citosolica che ha la funzione di legare l'acetilcolina, in modo da intrappolarla e porre fine all'attività dell'acetilcolina stessa. Svolge perciò nelle lumachine di mare un ruolo similare a quello dell'acetilcolinesterasi nell'uomo. La scoperta più importante, di enorme risonanza nella comunità scientifica, è stato il fatto che i ricercatori olandesi sono riusciti a cristallizzare l' Ach binding protein e ciò ci permette di capire, data l'alta omologia strutturale e funzionale tra proteina e recettore, quale sia la struttura della parte funzionale del recettore nicotinico.
